Исследование биохимических показателей микроводорослей с помощью проточной цитометрии
##plugins.themes.bootstrap3.article.main##
Google Scholar
##plugins.themes.bootstrap3.article.details##
Аннотация
Содержание липидов в клетках микроводорослей, принадлежащих к различным таксономическим группам и выращенных при разных условиях культивирования, определяли с помощью спектрофотометрического метода и метода проточной цитометрии в комбинации с флуорохромом нильский красный (NR) — флуоресцентным маркером нейтральных и полярных липидов в клетках водорослей. Показано, что все используемые в экспериментах культуры хорошо окрашивались нильским красным на разных стадиях роста, для идентификации липидов в клетках отмечена флуоресценция в оранжевой области спектра (канал FL2, 575 нм). Оптимальное время окраски составило 10 мин при добавлении рабочего раствора NR в культуральную среду (20 мкл на 1 мл культуры). Полученные результаты показали отсутствие существенной разницы между спектрофотометрическим и флуоресцентным методами определения содержания липидов в микроводорослях (R2 = 0,98). Комбинирование стандартного спектрофотометрического метода и флуоресцентного, реализуемого путём окрашивания клеток NR, может служить надёжным подходом для оценки липидов в клетках микроводорослей.
Авторы
Библиографические ссылки
Железнова С. Н., Геворгиз Р. Г., Бобко Н. И., Лелеков А. С. Питательная среда для интенсивной культуры диатомовой водоросли Cylindrotheca closterium (Ehrenb.) Reimann et Lewin – перспективного объекта биотехнологий // Актуальная биотехнология. – 2015. – № 3. – C. 46–48.
Оценка плотности культуры фототрофных микроорганизмов методом йодатной окисляемости / Геворгиз Р. Г. [и др.] ; Рос. акад. наук, Ин-т мор. биол. исслед. им. А. О. Ковалевского. – Севастополь : ИМБИ, 2015. – 31 c.
Инструкция по массовому разведению морских одноклеточных водорослей и коловраток / Всесоюз. науч.-исслед. ин-т мор. рыб. хоз-ва и океанографии ; сост.: Л. В. Спекторова [и др.]. – Москва : ВНИРО, 1986. – 63 c.
Руководство по современным биохимическим методам исследования водных экосистем, перспективных для промысла и марикультуры / Всесоюз. науч.-исслед. ин-т мор. рыб. хоз-ва и океанографии ; под ред. А. И. Агатовой. – Москва : ВНИРО, 2004. – 123 c.
Соломонова Е. С., Муханов В. С. Оценка доли физиологически активных клеток в накопительных культурах Phaeodactylum tricornutum и Nitzschia sp с помощью проточной цитометрии // Морской экологический журнал. – 2011. – Т. 10, № 4. – С. 67–72.
Финенко З. З., Ланская Л. А. Рост и скорость деления водорослей в лимитированных объемах воды // Экологическая физиология морских планктонных водорослей (в условиях культур) / Акад. наук УССР, Ин-т биологии юж. морей им. А. О. Ковалевского ; под общ. ред. К. М. Хайлова. – Киев : Наук. думка, 1971. – С. 22–51.
Bligh E. G., Dyer W. J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. – 1959. – Vol. 37, nr 8. – P. 911–917. – https://doi.org/10.1139/O59-099
Brett M., Müller-Navarra D. The role of highly unsaturated fatty acids in aquatic foodweb processes // Freshwater Biology. – 1997. – Vol. 38, iss. 3. – P. 483–499. – https://doi.org/10.1046/j.13652427.1997.00220.x
Chen W., Zhang C., Song L., Sommerfeld M., Hu Q. A high throughput Nile red method for quantitative measurement of neutral lipids in microalgae // Journal of Microbiological Methods. – 2009. – Vol. 77, iss. 1. – P. 41–47. – https://doi.org/10.1016/j.mimet.2009.01.001
Cole T. A., Fok A. K., Ueno M. S., Allen R. D. Use of nile red as a rapid measure of lipid content in ciliates // European Journal of Protistology. – 1990. – Vol. 25, iss. 4. – P. 361–368. – https://doi.org/10.1016/S0932-4739(11)80129-X
Cooksey K. E., Guckert J. B., Williams S. A., Callis P. R. Fluorometric determination of the neutral lipid content of microalgal cells using Nile Red // Journal of Microbiological Methods. – 1987. – Vol. 6, iss. 6. – P. 333–345. – https://doi.org/10.1016/0167-7012(87)90019-4
Davey H. M., Kell D. B. Flow cytometry and cell sorting of heterogeneous microbial populations: the importance of single-cell analyses // Microbiological Reviews. – 1996. – Vol. 60, iss. 4. – P. 641–696. – https://doi.org/10.1128/mr.60.4.641-696.1996
Elsey D., Jameson D., Raleigh B., Cooney M. J. Fluorescent measurement of microalgal neutral lipids // Journal of Microbiological Methods. – 2007. – Vol. 68, iss. 3. – P. 639–642. – https://doi.org/10.1016/j.mimet.2006.11.008
Eltgroth M. L., Watwood R. L., Wolfe G. V. Production and cellular localization of neutral long-chain lipids in the Haptophyte algae Isochrysis galbana and Emiliania huxleyi // Journal of Phycology. – 2005. – Vol. 41, iss. 5. – P. 1000–1009. – https://doi.org/ 10.1111/j.1529-8817.2005.00128.x
Gao C., Xiong W., Zhang Y., Yuan W., Wu Q. Rapid quantitation of lipid in microalgae by timedomain nuclear magnetic resonance // Journal of Microbiological Methods. – 2008. – Vol. 75, iss. 3. – P. 437–440. – https://doi.org/10.1016/j.mimet.2008.07.019
Guillard R. R. L., Ryther J. H. Studies of marine planktonic diatoms. I. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (Cleve) Gran // Canadian Journal of Microbiology. – 1962. – Vol. 8, nr 2. – P. 229–239. – https://doi.org/10.1139/m62-029
Guzmán H. M., de la Jara Valido A., Presmanes K. F., Duarte L. C. Quick estimation of intraspecific variation of fatty acid composition in Dunaliella salina using flow cytometry and Nile Red // Journal of Applied Phycology. – 2012. – Vol. 24, iss. 5. – P. 1237–1243. – https://doi.org/10.1007/s10811011-9768-y
Gurr M. I., Harwood J. L., Frayn K. N. Lipid Biochemistry. – 5th ed. – Oxford : Blackwell Science, 2002. – 336 p.
Hu Q., Sommerfeld M., Jarvis E., Ghirardi M., Posewitz M., Seibert M., Darzins A. Microalgal Triacylglycerols as feedstocks for biofuel production: perspectives and advances // The Plant Journal. – 2008. – Vol. 54, iss. 4. – P. 621–639. – https://doi.org/10.1111/j.1365313X.2008.03492.x
Huang G. H., Chen G., Chen F. Rapid screening method for lipid production in alga based on Nile Red fluorescence // Biomass and Bioenergy. – 2009. – Vol. 33, iss. 10. – P. 1386–1392. – https://doi.org/10.1016/j.biombioe.2009.05.022
de la Jara A., Mendoza H., Martel A., Molina C., Nordströn L., de la Rosa V., Díaz R. Flow cytometric determination of lipid content in a marine dinoflagellate, Crypthecodinium cohnii // Journal of Applied Phycology. – 2003. – Vol. 15, iss. 5. – P. 433–438. – https://doi.org/10.1023/A:1026007902078
Mendoza H., de la Jara A., Freijanes K., Carmona L., Ramos A. A., de Sousa Duarte V., Varela J. C. S. Characterization of Dunaliella salina strains by flow cytometry: a new approach to select carotenoid hyperproducing strains // Electronic Journal of Biotechnology. – 2008. – Vol. 11, iss. 4. – P. 2–13. – https://doi.org/10.2225/vol11-issue4-fulltext-2
Montero M. F., Aristizábal M., Reina G. G. Isolation of high-lipid content strains of the marine microalga Tetraselmis suecica for biodiesel production by flow cytometry and single-cell sorting // Journal of Applied Phycology. – 2011. – Vol. 23, iss. 6. – P. 1053–1057. – https://doi.org/10.1007/s10811-010-9623-6
Pereira H., Barreira L., Figueiredo F., Custódio L., Vizetto-Duarte C., Polo C., Rešek E., Engelen A., Varela J. Polyunsaturated fatty acids of marine macroalgae: potential for nutritional and pharmaceutical applications // Marine Drugs. – 2012. – Vol. 10, iss. 9. – P. 1920–1935. – https://doi.org/10.3390/md10091920
Satpati G. G., Pal R. Rapid detection of neutral lipid in green microalgae by flow cytometry in combination with Nile Red staining – an improved technique // Annals of Microbiology. – 2015. – Vol. 65, no 2. – P. 937–949. – https://doi.org/10.1007/s13213-014-0937-5
Shahidi F., Ambigaipalan P. Omega-3 polyunsaturated fatty acids and their health benefits // Annual Review of Food Science and Technology. – 2018. – Vol. 9. – P. 345–381. – https://doi.org/10.1146/annurev-food-111317-095850
Wawrik B., Harriman B. H. Rapid, colorimetric quantification of lipid from algal cultures // Journal of Microbiological Methods. – 2010. – Vol. 80, iss. 3. – P. 262–266. – https://doi.org/10.1016/j.mimet.2010.01.016
